eng
Выпуск #3-4/2024
А.И.Ахметова, И.В.Яминский
СКАНИРУЮЩАЯ КАПИЛЛЯРНАЯ МИКРОСКОПИЯ. ВИЗУАЛИЗАЦИЯ И КОЛИЧЕСТВЕННАЯ ОЦЕНКА
СКАНИРУЮЩАЯ КАПИЛЛЯРНАЯ МИКРОСКОПИЯ. ВИЗУАЛИЗАЦИЯ И КОЛИЧЕСТВЕННАЯ ОЦЕНКА
Просмотры: 1183
DOI: https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189
Исследование морфологии объектов и их механических характеристик позволяет обнаруживать уникальные свойства клеток и связывать эти особенности с развитием в норме или при наличии патологий. Для измерения поверхности образца в сканирующей капиллярной микроскопии (СКМ) в качестве зонда используется заполненный электролитом капилляр с наноразмерным отверстием на кончике. Главным преимуществом СКМ является бесконтактная визуализация топографии биологических объектов в естественной среде – сканирование осуществляется без силового контакта кончика зонда с поверхностью образца. Дополнительно СКМ можно использовать для определения электрических зарядов на границе раздела твердое тело и жидкость. В этой статье мы описываем основы СКМ, возможности метода для визуализации клеток и измерения биомеханических свойств живых образцов.
Исследование морфологии объектов и их механических характеристик позволяет обнаруживать уникальные свойства клеток и связывать эти особенности с развитием в норме или при наличии патологий. Для измерения поверхности образца в сканирующей капиллярной микроскопии (СКМ) в качестве зонда используется заполненный электролитом капилляр с наноразмерным отверстием на кончике. Главным преимуществом СКМ является бесконтактная визуализация топографии биологических объектов в естественной среде – сканирование осуществляется без силового контакта кончика зонда с поверхностью образца. Дополнительно СКМ можно использовать для определения электрических зарядов на границе раздела твердое тело и жидкость. В этой статье мы описываем основы СКМ, возможности метода для визуализации клеток и измерения биомеханических свойств живых образцов.
Получено: 27.04.2024 г. | Принято: 3.05.2024 г. | DOI: https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189
Научная статья
СКАНИРУЮЩАЯ КАПИЛЛЯРНАЯ МИКРОСКОПИЯ. ВИЗУАЛИЗАЦИЯ И КОЛИЧЕСТВЕННАЯ ОЦЕНКА
А.И.Ахметова1, 2, к.ф.-м.н., вед. спец., ORCID: 0000-0002-5115-8030
И.В.Яминский1, 2, д.ф.-м.н., проф., ген. дир., ORCID: 0000-0001-8731-3947 / yaminsky@nanoscopy.ru
Аннотация. Исследование морфологии объектов и их механических характеристик позволяет обнаруживать уникальные свойства клеток и связывать эти особенности с развитием в норме или при наличии патологий. Для измерения поверхности образца в сканирующей капиллярной микроскопии (СКМ) в качестве зонда используется заполненный электролитом капилляр с наноразмерным отверстием на кончике. Главным преимуществом СКМ является бесконтактная визуализация топографии биологических объектов в естественной среде – сканирование осуществляется без силового контакта кончика зонда с поверхностью образца. Дополнительно СКМ можно использовать для определения электрических зарядов на границе раздела твердое тело и жидкость. В этой статье мы описываем основы СКМ, возможности метода для визуализации клеток и измерения биомеханических свойств живых образцов.
Ключевые слова: сканирующая капиллярная микроскопия, живая материя, биомеханика, тромбоциты, стволовые клетки
Для цитирования: А.И. Ахметова, И.В. Яминский. Cканирующая капиллярная микроскопия. Визуализация и количественная оценка. НАНОИНДУСТРИЯ. 2024. Т. 17. № 3–4. С.184–189. https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189.
Received: 27.04.2024 | Accepted: 3.05.2024 | DOI: https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189
Original paper
SCANNING CAPILLARY MICROSCOPY. IMAGING AND QUANTIFYING
A.I.Akhmetova1, 2, Cand. of Sci. (Physics and Mathematics), Leading Specialist, ORCID: 0000-0002-5115-8030
I.V.Yaminsky1, 2, Doct. of Sci. (Physics and Mathematics), Prof., Director, ORCID: 0000-0001-8731-3947 / yaminsky@nanoscopy.ru
Abstract. The study of the morphology of objects and their mechanical characteristics makes it possible to detect the unique properties of cells and associate these features with development under normal conditions or in the presence of pathologies. To measure the surface of a sample, scanning capillary microscopy (SCM) uses an electrolyte-filled capillary with a nano-sized hole at the tip as a probe. The main advantage of SCM is the non-contact visualization of the biological objects topography in the natural environment – scanning is carried out without forceful contact of the probe tip with the sample surface. Additionally, SCM can be used to determine electrical charges at the solid-liquid interface. In this article, we describe the basics of SCM, its capabilities for imaging cells, and measuring the biomechanical properties of living samples.
Keywords: scanning capillary microscopy, living matter, biomechanics, platelets, stem cells
For citation: A.I. Akhmetova, I.V. Yaminsky. Scanning capillary microscopy. Imaging and quantifying. NANOINDUSTRY. 2024. Vol. 17. No. 3–4. PP. 184–189. https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189.
ВВЕДЕНИЕ
Сканирующая капиллярная микроскопия (СКМ) – это еще один тип зондовой микроскопии, используемый для получения трехмерной топографической информации о биологических образцах в жидкости [1]. В СКМ измеряется ионный ток через капилляр, заполненный электролитом, который сильно зависит от расстояния между зондом и образцом. Разрешение СКМ находится на уровне единиц нанометра, немного проигрывая атомно-силовой микроскопии (АСМ), но при этом бесконтактный характер измерений в СКМ не повреждает биологические образцы, для которых характерна пониженная механическая жесткость. СКМ позволяет не просто получать статичные картинки клеток, но и осуществлять продолжительный мониторинг живых биологических объектов без воздействия на образец и получать важные данные об их биомеханических свойствах. Поэтому сканирующая капиллярная микроскопия становится незаменимым инструментом для исследования живых систем.
Мембрана живых эритроцитов человека осуществляет колебания субмикронного масштаба, которые в основном изучались с помощью оптической микроскопии. Функциональная роль этого явления до сих пор не ясна, амплитуду колебаний мембраны рассматривают как показатель механической устойчивости к нагрузкам, возникающим в капиллярных руслах. Экспериментально измерить колебания мембраны непросто, основная задача состоит в разработке методов, позволяющих отследить очень небольшие смещения с очень высокой скоростью, желательно на большой площади и в течение длительного времени [2].
В работе [3] исследовали динамику колебаний клеточных мембран в эритроцитах, анализируя шум ионного тока, регистрируемого вблизи клеточной мембраны с помощью СКМ. Капилляр радиусом около 300 нм собирал данные о колебаниях амплитудой около 200 нм на клеточной мембране. Шум ионного тока регистрировался на фиксированном расстоянии от клетки и использовался для определения амплитуды колебаний мембраны. В качестве коэффициента преобразования использовали наклон кривой ток-расстояние.
Обнаружено, что амплитуда колебаний снижается при увеличении натяжения мембраны, вызванного разными способами. Снижение осмолярности среды вызывало набухание клеток и снижение амплитуды колебаний. Аналогичный результат был получен при увеличении в сто раз концентрации полилизина: такая обработка увеличивала адгезию и жесткость клеток. Как клеточное, так и локальное увеличение натяжения мембраны вызывало уменьшение амплитуды колебаний мембраны клетки.
Активация тромбоцитов играет решающую роль в гемостазе и тромбозе. Хорошо известно, что тромбоциты управляют ретракцией и уплотнением кровяного сгустка, однако их механические свойства редко исследовались. Сканирующая капиллярная микроскопия использовалась для визуализации морфологических и механических свойств живых тромбоцитов человека с высоким пространственным разрешением [4]. Было показано, что их средний модуль упругости снижается во время активации, индуцированной тромбином, примерно в два раза. Аналогичное размягчение тромбоцитов наблюдали во время деполимеризации цитоскелета, индуцированной цитохалазином D, при этом исследователи смогли различить эффекты воздействия тромбина и цитохалазина D.
Мезенхимальные стволовые клетки человека (МСК) интересны в качестве объекта исследования для регенеративной медицины при различных заболеваниях. Остеогенная дифференцировка является одной из возможностей МСК, которая имеет решающее значение для их клинического применения. С помощью АСМ регистрировали деформируемость клетки и изменение механических свойств при ее гибели [5, 6]. В ходе адипогенной и остеогенной дифференцировки [7] исследовали топографию МСК, остеобластов и клеток остеосаркомы с помощью АСМ [8]. Результаты показали, что высота клеток может быть важным фактором остеогенной дифференцировки. С помощью СКМ в [9] количественно оценили продолжительные изменения топографии МСК во время остеогенной дифференцировки. Было показано, что разные линии клеток претерпевают различные морфологические изменения в процессе остеогенной дифференцировки.
В работе [10] исследовали 3D-морфологию и шероховатость клеток аденокарциномы A549 в физиологических условиях до и после апоптоза, индуцированного цисплатином, в течение суток. Отслеживание морфологии одних и тех же одиночных клеток A549, подвергшихся воздействию цисплатина, выявило гетерогенность реакции на препарат, образование мембранных пузырей и увеличение шероховатости мембраны.
Колоректальный рак тесно связан с уровнем перекиси водорода (H2O2) в микроокружении опухоли. Некоторые клинические исследования, посвященные использованию H2O2 в лечении рака, выявили его парадоксальную роль в качестве стимулятора прогрессирования рака. В исследовании [11] комбинировали СКМ с высокочувствительными Pt-функционализированными электродами для измерения динамических внеклеточных и внутриклеточных градиентов H2O2 в отдельных клетках Caco-2 колоректального рака. Выявлена взаимосвязь между механическими свойствами клеток и градиентами H2O2.
Воздействие H2O2 в концентрации 0,1 или 1 ммоль/л увеличивало градиент внеклеточного и внутриклеточного H2O2. Примечательно, что клеточная F-актин-зависимая жесткость увеличивается при 0,1 ммоль/л, но снижается при эустресе H2O2 1 ммоль/л. Это исследование показывает сложное взаимодействие между физическими свойствами и биохимическими сигналами в антиоксидантной защите опухолевых клеток, демонстрирует использование эустресса H2O2 для выживания на уровне отдельных клеток. Ингибирование глутатион пероксидазы 2 или каталазы усиливает цитотоксическую активность эустресса H2O2 против клеток колоректального рака, что открывает перспективы для разработки методов лечения рака и других воспалительных заболеваний, связанных с H2O2.
Метод послойного нанесения пленок представляет собой попеременную адсорбцию анионных и катионных полиэлектролитов посредством электростатических взаимодействий.
Чтобы изготовить тонкие пленки с желаемой структурой и свойствами, важно понять, как различные условия изготовления влияют на формирование тонких пленок. В работе [12] выполнили in situ характеристику тонких пленок с различным количеством слоев с помощью СКМ. Кроме того, было исследовано влияние pH и ионной силы на результаты изготовления тонких пленок. СКМ позволила определить толщину пленки на уровне одного слоя и понять взаимосвязь между морфологией поверхности и условиями изготовления. СКМ может визуализировать изменение морфологии в зависимости от количества слоев тонких пленок и измерить толщину на уровне 3,5 нм/бислой.
В нашей лаборатории физики живых систем с помощью СКМ были исследованы опухолевые клетки, оценено цитотоксическое действие цисплатина и нокодазола на морфологические параметры клеток [13], исследованы морфологические изменения эритроцитов при трансформации в эхиноцит и акантоцит [14], продемонстрировано использование платиновых электродов для детекции активных форм кислорода [15], визуализированы эмбриональные стволовые клетки человека (рис.1).
Помимо непосредственно исследований биологических объектов, мы активно занимаемся разработкой собственной платформы капиллярной микроскопии. Нашей группе удалось совместить достоинства СКМ в компактной реализации микроскопа "ФемтоСкан Xi" (рис.2) [16].
ВЫВОДЫ
СКМ дает множество новых преимуществ в исследовании живых клеток. Трехмерная морфология способствует более глубокому пониманию процесса остеогенной дифференцировки мезенхимальных стволовых клеток и может использоваться как важный индикатор в дальнейших клинических приложениях.
СКМ позволяет получать изображения и измерять механические свойства живых тромбоцитов, что немаловажно при исследовании заболеваний, связанных с аномальным цитоскелетом тромбоцитов, таких как уремия. С помощью капилляра можно подавать химические или физические стимулы в области мембраны, где регистрируются колебания клеток.
СКМ дает ценную информацию для изучения эффекта апоптоза, индуцированного лекарственными веществами, в продолжительных экспериментах на живых клетках.
Благодаря сочетанию СКМ с высокоселективными Pt-функционализированными электродами стал возможен мониторинг внеклеточных и внутриклеточных концентраций перекиси водорода в реальном времени, что дает ценную информацию о процессах, опосредованных активными формами кислорода, на уровне отдельных клеток.
СКМ может использоваться для оптимизации условий изготовления послойных пленок, применяемых для различных целей, таких как инкапсуляция ферментов и функционализация молекул. СКМ активно развивается в последние годы и находит широкое применение в регенеративной и биомедицине, в исследованиях на одиночных клетках и других областях.
БЛАГОДАРНОСТИ
Работа выполнена по госзаданию при финансовой поддержке физического факультета МГУ имени М.В.Ломоносова (Регистрационная тема 122091200048-7). ПО "ФемтоСкан Онлайн" предоставлено ООО НПП "Центр перспективных технологий". www.nanoscopy.ru. Изображение стволовых клеток получено Т. Советниковым.
ИНФОРМАЦИЯ О РЕЦЕНЗИРОВАНИИ
Редакция благодарит анонимного рецензента (рецензентов) за их вклад в рецензирование этой работы, а также за размещение статей на сайте журнала и передачу их в электронном виде в НЭБ eLIBRARY.RU.
Декларация о конфликте интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов или личных отношений, которые могли бы повлиять на работу, представленную в данной статье.
ЛИТЕРАТУРА / REFERENCES
Akhmetova A.I., Sovetnikov T.O. et al. The heart of the capillary microscope. NANOINDUSTRY, 2023. Vol. 16. No. 7–8. PP. 444–448. https://doi.org/10.22184/1993-8578.2023.16.7-8.444.448
Monzel C., Sengupta K. Measuring shape fluctuations in biological membranes. J. Phys. D: Appl. Phys., 49. 2016. Article 243002, https://doi.org/10.1088/0022-3727/49/24/243002
Pellegrino M., Orsini P., Tognoni E. Membrane fluctuations of human red blood cells investigated by the current signal noise in scanning ion conductance microscopy, Micron, 2024. Vol. 181. P. 103635. https://doi.org/10.1016/j.micron.2024.103635
Seifert J., Rheinlaender J. et al. Thrombin-induced cytoskeleton dynamics in spread human platelets observed with fast scanning ion conductance microscopy. Nat. Sci Rep. 2017. Vol. 7. No. 1. P. 4810. https://doi.org/10.1038/s41598-017-04999-6
Nikolaev N.I., Müller T. et al. Changes in the stiffness of human mesenchymal stem cells with the progress of cell death as measured by atomic force microscopy. J. Biomech. 2014. Vol. 47. PP. 625–630. https://doi.org/10.1016/j.jbiomech.2013.12.004
Su X., Zhou H. et al. Nanomorphological and mechanical reconstruction of mesenchymal stem cells during early apoptosis detected by atomic force microscopy. Biol. Open. 2020. Vol. 9. https://doi.org/10.1242/bio.048108
Meng H., Chowdhury T.T., Gavara N. The Mechanical interplay between differentiating mesenchymal stem cells and gelatin-based substrates measured by atomic force microscopy. Front. Cell Dev. Biol., 2021. Vol. 9. https://doi.org/DOI 10.3389/fcell.2021.697525
Docheva D., Padula D. et al. Researching into the cellular shape, volume and elasticity of mesenchymal stem cells, osteoblasts and osteosarcoma cells by atomic force microscopy. J. Cell. Mol. Med., 2008. Vol. 12. PP. 537–552. https://doi.org/10.1111/j.1582-4934.2007.00138.xopen_in_new
Nozawa K., Zhang X. et al. Topographical evaluation of human mesenchymal stem cells during osteogenic differentiation using scanning ion conductance microscopy, Electrochimica Acta. 2023. Vol. 449. P. 142192. https://doi.org/10.1016/j.electacta.2023.142192
Muhammed Y., Lazenby R.A. Scanning ion conductance microscopy revealed cisplatin-induced morphological changes related to apoptosis in single adenocarcinoma cells. Anal Methods. 2024. Vol. 16. No. 4. PP. 503–514. https://doi.org/DOI 10.1039/d3ay01827j
Wang D., Woodcock E. et al. Exploration of individual colorectal cancer cell responses to H2O2 eustress using hopping probe scanning ion conductance microscopy, Science Bulletin. 2024. https://doi.org/10.1016/j.scib.2024.04.004
Honda K., Yoshida K. et al. In situ visualization of LbL-assembled film nanoscale morphology using scanning ion conductance microscopy, Electrochimica Acta. 2023. Vol. 469. P. 143152. https://doi.org/10.1016/j.electacta.2023.143152
Akhmetova A.I., Sovetnikov T.O. et al. Scanning capillary microscopy in the study of the effect of cytotoxic agents on the biomechanical and physicochemical properties of tumor cells. Pharmaceutical Chemistry Journal. 2022. https://doi.org/10.1007/s11094-022-02770-4
Sovetnikov T.O., Akhmetova A.I. et al. Scanning probe microscopy in assessing blood cells roughness. Bio-Medical Engineering. 2023. https://doi.org/10.1007/s10527-023-10253-3
Actis P., Tokar S. et al. Electrochemical nanoprobes for single-cell analysis. ACS Nano. 2014. Vol. 8. No. 1. PP. 875–884. https://doi.org/10.1021/nn405612q
Sovetnikov T.O., Akhmetova A.I. et al. Characteristics of the use of scanning capillary microscopy in biomedical research. Bio-Medical Engineering. 2023. Vol. 57. No. 4. PP. 250–253. https://doi.org/10.1007/s10527-023-10309-4
Научная статья
СКАНИРУЮЩАЯ КАПИЛЛЯРНАЯ МИКРОСКОПИЯ. ВИЗУАЛИЗАЦИЯ И КОЛИЧЕСТВЕННАЯ ОЦЕНКА
А.И.Ахметова1, 2, к.ф.-м.н., вед. спец., ORCID: 0000-0002-5115-8030
И.В.Яминский1, 2, д.ф.-м.н., проф., ген. дир., ORCID: 0000-0001-8731-3947 / yaminsky@nanoscopy.ru
Аннотация. Исследование морфологии объектов и их механических характеристик позволяет обнаруживать уникальные свойства клеток и связывать эти особенности с развитием в норме или при наличии патологий. Для измерения поверхности образца в сканирующей капиллярной микроскопии (СКМ) в качестве зонда используется заполненный электролитом капилляр с наноразмерным отверстием на кончике. Главным преимуществом СКМ является бесконтактная визуализация топографии биологических объектов в естественной среде – сканирование осуществляется без силового контакта кончика зонда с поверхностью образца. Дополнительно СКМ можно использовать для определения электрических зарядов на границе раздела твердое тело и жидкость. В этой статье мы описываем основы СКМ, возможности метода для визуализации клеток и измерения биомеханических свойств живых образцов.
Ключевые слова: сканирующая капиллярная микроскопия, живая материя, биомеханика, тромбоциты, стволовые клетки
Для цитирования: А.И. Ахметова, И.В. Яминский. Cканирующая капиллярная микроскопия. Визуализация и количественная оценка. НАНОИНДУСТРИЯ. 2024. Т. 17. № 3–4. С.184–189. https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189.
Received: 27.04.2024 | Accepted: 3.05.2024 | DOI: https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189
Original paper
SCANNING CAPILLARY MICROSCOPY. IMAGING AND QUANTIFYING
A.I.Akhmetova1, 2, Cand. of Sci. (Physics and Mathematics), Leading Specialist, ORCID: 0000-0002-5115-8030
I.V.Yaminsky1, 2, Doct. of Sci. (Physics and Mathematics), Prof., Director, ORCID: 0000-0001-8731-3947 / yaminsky@nanoscopy.ru
Abstract. The study of the morphology of objects and their mechanical characteristics makes it possible to detect the unique properties of cells and associate these features with development under normal conditions or in the presence of pathologies. To measure the surface of a sample, scanning capillary microscopy (SCM) uses an electrolyte-filled capillary with a nano-sized hole at the tip as a probe. The main advantage of SCM is the non-contact visualization of the biological objects topography in the natural environment – scanning is carried out without forceful contact of the probe tip with the sample surface. Additionally, SCM can be used to determine electrical charges at the solid-liquid interface. In this article, we describe the basics of SCM, its capabilities for imaging cells, and measuring the biomechanical properties of living samples.
Keywords: scanning capillary microscopy, living matter, biomechanics, platelets, stem cells
For citation: A.I. Akhmetova, I.V. Yaminsky. Scanning capillary microscopy. Imaging and quantifying. NANOINDUSTRY. 2024. Vol. 17. No. 3–4. PP. 184–189. https://doi.org/10.22184/1993-8578.2024.17.3-4.184.189.
ВВЕДЕНИЕ
Сканирующая капиллярная микроскопия (СКМ) – это еще один тип зондовой микроскопии, используемый для получения трехмерной топографической информации о биологических образцах в жидкости [1]. В СКМ измеряется ионный ток через капилляр, заполненный электролитом, который сильно зависит от расстояния между зондом и образцом. Разрешение СКМ находится на уровне единиц нанометра, немного проигрывая атомно-силовой микроскопии (АСМ), но при этом бесконтактный характер измерений в СКМ не повреждает биологические образцы, для которых характерна пониженная механическая жесткость. СКМ позволяет не просто получать статичные картинки клеток, но и осуществлять продолжительный мониторинг живых биологических объектов без воздействия на образец и получать важные данные об их биомеханических свойствах. Поэтому сканирующая капиллярная микроскопия становится незаменимым инструментом для исследования живых систем.
Мембрана живых эритроцитов человека осуществляет колебания субмикронного масштаба, которые в основном изучались с помощью оптической микроскопии. Функциональная роль этого явления до сих пор не ясна, амплитуду колебаний мембраны рассматривают как показатель механической устойчивости к нагрузкам, возникающим в капиллярных руслах. Экспериментально измерить колебания мембраны непросто, основная задача состоит в разработке методов, позволяющих отследить очень небольшие смещения с очень высокой скоростью, желательно на большой площади и в течение длительного времени [2].
В работе [3] исследовали динамику колебаний клеточных мембран в эритроцитах, анализируя шум ионного тока, регистрируемого вблизи клеточной мембраны с помощью СКМ. Капилляр радиусом около 300 нм собирал данные о колебаниях амплитудой около 200 нм на клеточной мембране. Шум ионного тока регистрировался на фиксированном расстоянии от клетки и использовался для определения амплитуды колебаний мембраны. В качестве коэффициента преобразования использовали наклон кривой ток-расстояние.
Обнаружено, что амплитуда колебаний снижается при увеличении натяжения мембраны, вызванного разными способами. Снижение осмолярности среды вызывало набухание клеток и снижение амплитуды колебаний. Аналогичный результат был получен при увеличении в сто раз концентрации полилизина: такая обработка увеличивала адгезию и жесткость клеток. Как клеточное, так и локальное увеличение натяжения мембраны вызывало уменьшение амплитуды колебаний мембраны клетки.
Активация тромбоцитов играет решающую роль в гемостазе и тромбозе. Хорошо известно, что тромбоциты управляют ретракцией и уплотнением кровяного сгустка, однако их механические свойства редко исследовались. Сканирующая капиллярная микроскопия использовалась для визуализации морфологических и механических свойств живых тромбоцитов человека с высоким пространственным разрешением [4]. Было показано, что их средний модуль упругости снижается во время активации, индуцированной тромбином, примерно в два раза. Аналогичное размягчение тромбоцитов наблюдали во время деполимеризации цитоскелета, индуцированной цитохалазином D, при этом исследователи смогли различить эффекты воздействия тромбина и цитохалазина D.
Мезенхимальные стволовые клетки человека (МСК) интересны в качестве объекта исследования для регенеративной медицины при различных заболеваниях. Остеогенная дифференцировка является одной из возможностей МСК, которая имеет решающее значение для их клинического применения. С помощью АСМ регистрировали деформируемость клетки и изменение механических свойств при ее гибели [5, 6]. В ходе адипогенной и остеогенной дифференцировки [7] исследовали топографию МСК, остеобластов и клеток остеосаркомы с помощью АСМ [8]. Результаты показали, что высота клеток может быть важным фактором остеогенной дифференцировки. С помощью СКМ в [9] количественно оценили продолжительные изменения топографии МСК во время остеогенной дифференцировки. Было показано, что разные линии клеток претерпевают различные морфологические изменения в процессе остеогенной дифференцировки.
В работе [10] исследовали 3D-морфологию и шероховатость клеток аденокарциномы A549 в физиологических условиях до и после апоптоза, индуцированного цисплатином, в течение суток. Отслеживание морфологии одних и тех же одиночных клеток A549, подвергшихся воздействию цисплатина, выявило гетерогенность реакции на препарат, образование мембранных пузырей и увеличение шероховатости мембраны.
Колоректальный рак тесно связан с уровнем перекиси водорода (H2O2) в микроокружении опухоли. Некоторые клинические исследования, посвященные использованию H2O2 в лечении рака, выявили его парадоксальную роль в качестве стимулятора прогрессирования рака. В исследовании [11] комбинировали СКМ с высокочувствительными Pt-функционализированными электродами для измерения динамических внеклеточных и внутриклеточных градиентов H2O2 в отдельных клетках Caco-2 колоректального рака. Выявлена взаимосвязь между механическими свойствами клеток и градиентами H2O2.
Воздействие H2O2 в концентрации 0,1 или 1 ммоль/л увеличивало градиент внеклеточного и внутриклеточного H2O2. Примечательно, что клеточная F-актин-зависимая жесткость увеличивается при 0,1 ммоль/л, но снижается при эустресе H2O2 1 ммоль/л. Это исследование показывает сложное взаимодействие между физическими свойствами и биохимическими сигналами в антиоксидантной защите опухолевых клеток, демонстрирует использование эустресса H2O2 для выживания на уровне отдельных клеток. Ингибирование глутатион пероксидазы 2 или каталазы усиливает цитотоксическую активность эустресса H2O2 против клеток колоректального рака, что открывает перспективы для разработки методов лечения рака и других воспалительных заболеваний, связанных с H2O2.
Метод послойного нанесения пленок представляет собой попеременную адсорбцию анионных и катионных полиэлектролитов посредством электростатических взаимодействий.
Чтобы изготовить тонкие пленки с желаемой структурой и свойствами, важно понять, как различные условия изготовления влияют на формирование тонких пленок. В работе [12] выполнили in situ характеристику тонких пленок с различным количеством слоев с помощью СКМ. Кроме того, было исследовано влияние pH и ионной силы на результаты изготовления тонких пленок. СКМ позволила определить толщину пленки на уровне одного слоя и понять взаимосвязь между морфологией поверхности и условиями изготовления. СКМ может визуализировать изменение морфологии в зависимости от количества слоев тонких пленок и измерить толщину на уровне 3,5 нм/бислой.
В нашей лаборатории физики живых систем с помощью СКМ были исследованы опухолевые клетки, оценено цитотоксическое действие цисплатина и нокодазола на морфологические параметры клеток [13], исследованы морфологические изменения эритроцитов при трансформации в эхиноцит и акантоцит [14], продемонстрировано использование платиновых электродов для детекции активных форм кислорода [15], визуализированы эмбриональные стволовые клетки человека (рис.1).
Помимо непосредственно исследований биологических объектов, мы активно занимаемся разработкой собственной платформы капиллярной микроскопии. Нашей группе удалось совместить достоинства СКМ в компактной реализации микроскопа "ФемтоСкан Xi" (рис.2) [16].
ВЫВОДЫ
СКМ дает множество новых преимуществ в исследовании живых клеток. Трехмерная морфология способствует более глубокому пониманию процесса остеогенной дифференцировки мезенхимальных стволовых клеток и может использоваться как важный индикатор в дальнейших клинических приложениях.
СКМ позволяет получать изображения и измерять механические свойства живых тромбоцитов, что немаловажно при исследовании заболеваний, связанных с аномальным цитоскелетом тромбоцитов, таких как уремия. С помощью капилляра можно подавать химические или физические стимулы в области мембраны, где регистрируются колебания клеток.
СКМ дает ценную информацию для изучения эффекта апоптоза, индуцированного лекарственными веществами, в продолжительных экспериментах на живых клетках.
Благодаря сочетанию СКМ с высокоселективными Pt-функционализированными электродами стал возможен мониторинг внеклеточных и внутриклеточных концентраций перекиси водорода в реальном времени, что дает ценную информацию о процессах, опосредованных активными формами кислорода, на уровне отдельных клеток.
СКМ может использоваться для оптимизации условий изготовления послойных пленок, применяемых для различных целей, таких как инкапсуляция ферментов и функционализация молекул. СКМ активно развивается в последние годы и находит широкое применение в регенеративной и биомедицине, в исследованиях на одиночных клетках и других областях.
БЛАГОДАРНОСТИ
Работа выполнена по госзаданию при финансовой поддержке физического факультета МГУ имени М.В.Ломоносова (Регистрационная тема 122091200048-7). ПО "ФемтоСкан Онлайн" предоставлено ООО НПП "Центр перспективных технологий". www.nanoscopy.ru. Изображение стволовых клеток получено Т. Советниковым.
ИНФОРМАЦИЯ О РЕЦЕНЗИРОВАНИИ
Редакция благодарит анонимного рецензента (рецензентов) за их вклад в рецензирование этой работы, а также за размещение статей на сайте журнала и передачу их в электронном виде в НЭБ eLIBRARY.RU.
Декларация о конфликте интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликтов интересов или личных отношений, которые могли бы повлиять на работу, представленную в данной статье.
ЛИТЕРАТУРА / REFERENCES
Akhmetova A.I., Sovetnikov T.O. et al. The heart of the capillary microscope. NANOINDUSTRY, 2023. Vol. 16. No. 7–8. PP. 444–448. https://doi.org/10.22184/1993-8578.2023.16.7-8.444.448
Monzel C., Sengupta K. Measuring shape fluctuations in biological membranes. J. Phys. D: Appl. Phys., 49. 2016. Article 243002, https://doi.org/10.1088/0022-3727/49/24/243002
Pellegrino M., Orsini P., Tognoni E. Membrane fluctuations of human red blood cells investigated by the current signal noise in scanning ion conductance microscopy, Micron, 2024. Vol. 181. P. 103635. https://doi.org/10.1016/j.micron.2024.103635
Seifert J., Rheinlaender J. et al. Thrombin-induced cytoskeleton dynamics in spread human platelets observed with fast scanning ion conductance microscopy. Nat. Sci Rep. 2017. Vol. 7. No. 1. P. 4810. https://doi.org/10.1038/s41598-017-04999-6
Nikolaev N.I., Müller T. et al. Changes in the stiffness of human mesenchymal stem cells with the progress of cell death as measured by atomic force microscopy. J. Biomech. 2014. Vol. 47. PP. 625–630. https://doi.org/10.1016/j.jbiomech.2013.12.004
Su X., Zhou H. et al. Nanomorphological and mechanical reconstruction of mesenchymal stem cells during early apoptosis detected by atomic force microscopy. Biol. Open. 2020. Vol. 9. https://doi.org/10.1242/bio.048108
Meng H., Chowdhury T.T., Gavara N. The Mechanical interplay between differentiating mesenchymal stem cells and gelatin-based substrates measured by atomic force microscopy. Front. Cell Dev. Biol., 2021. Vol. 9. https://doi.org/DOI 10.3389/fcell.2021.697525
Docheva D., Padula D. et al. Researching into the cellular shape, volume and elasticity of mesenchymal stem cells, osteoblasts and osteosarcoma cells by atomic force microscopy. J. Cell. Mol. Med., 2008. Vol. 12. PP. 537–552. https://doi.org/10.1111/j.1582-4934.2007.00138.xopen_in_new
Nozawa K., Zhang X. et al. Topographical evaluation of human mesenchymal stem cells during osteogenic differentiation using scanning ion conductance microscopy, Electrochimica Acta. 2023. Vol. 449. P. 142192. https://doi.org/10.1016/j.electacta.2023.142192
Muhammed Y., Lazenby R.A. Scanning ion conductance microscopy revealed cisplatin-induced morphological changes related to apoptosis in single adenocarcinoma cells. Anal Methods. 2024. Vol. 16. No. 4. PP. 503–514. https://doi.org/DOI 10.1039/d3ay01827j
Wang D., Woodcock E. et al. Exploration of individual colorectal cancer cell responses to H2O2 eustress using hopping probe scanning ion conductance microscopy, Science Bulletin. 2024. https://doi.org/10.1016/j.scib.2024.04.004
Honda K., Yoshida K. et al. In situ visualization of LbL-assembled film nanoscale morphology using scanning ion conductance microscopy, Electrochimica Acta. 2023. Vol. 469. P. 143152. https://doi.org/10.1016/j.electacta.2023.143152
Akhmetova A.I., Sovetnikov T.O. et al. Scanning capillary microscopy in the study of the effect of cytotoxic agents on the biomechanical and physicochemical properties of tumor cells. Pharmaceutical Chemistry Journal. 2022. https://doi.org/10.1007/s11094-022-02770-4
Sovetnikov T.O., Akhmetova A.I. et al. Scanning probe microscopy in assessing blood cells roughness. Bio-Medical Engineering. 2023. https://doi.org/10.1007/s10527-023-10253-3
Actis P., Tokar S. et al. Electrochemical nanoprobes for single-cell analysis. ACS Nano. 2014. Vol. 8. No. 1. PP. 875–884. https://doi.org/10.1021/nn405612q
Sovetnikov T.O., Akhmetova A.I. et al. Characteristics of the use of scanning capillary microscopy in biomedical research. Bio-Medical Engineering. 2023. Vol. 57. No. 4. PP. 250–253. https://doi.org/10.1007/s10527-023-10309-4
Отзывы читателей
